ACTIVATED CHARCOAL APPLICATION FOR THE MICROPROPAGATION OF Cattleya crispata (Thunb.) Van den Berg

Autores

DOI:

10.31413/nativa.v9i4.12164

Palavras-chave:

antioxidante, campos rupestres, orquídea, propagação in vitro

Resumo

Aplicação de carvão ativado para micropropagação de Cattleya crispata (Thunb.) Van den Berg

 RESUMO: A micropropagação é uma alternativa para a conservação genética e propagação de espécies endêmicas do “Campo Rupestre Ferruginoso”, como a orquídea Cattleya crispata. O objetivo do presente estudo é avaliar a influência do carvão ativado nas fases de germinação, multiplicação e alongamento in vitro de C. crispata. Sementes extraídas de cápsulas maduras foram utilizadas para inoculação no meio de cultura adotado para avaliar o efeito da suplementação, ou não, com carvão ativado. Dados sobre velocidade de germinação, número de brotos por explante, comprimento, vigor, oxidação e contaminação (bacteriana e / ou fúngica) foram avaliados por meio dessas fases. Com base nos resultados obtidos, o uso do carvão ativado foi eficiente nas fases de germinação e multiplicação in vitro de C. crispata, proporcionando maior velocidade e porcentagem de germinação, menor contaminação e oxidação dos tecidos, maior número, comprimento e vigor dos brotos, sendo eficaz para a conservação genética e produção de mudas da espécie. O meio de cultura sem a suplementação de carvão ativado proporcionou os melhores resultados para o alongamento in vitro, com maior comprimento, vigor e menor oxidação dos brotos.

Palavras-chave: antioxidante; campos rupestres; orquídea; propagação in vitro.

 

ABSTRACT: Micropropagation is an alternative for the genetic conservation and propagation of endemic species from rupestrian grasslands, such as the orchid Cattleya crispata. The aim of the present study is to assess the influence of activated charcoal on the in vitro germination, multiplication and elongation phases of C. crispata. Seeds extracted from mature capsules were used for inoculation in the culture medium that was adopted to assess the effect of supplementation, or not, with activated charcoal. Data about germination speed, number of shoots per explant, length, vigor, oxidation and contamination (bacterial and/or fungal) were assessed through these phases. Based on the results obtained, the use of activated charcoal was efficient in the in vitro germination and multiplication phases of C. crispata, providing greater speed and percentage of germination, less contamination and oxidation of the tissues, greater number, length and vigor of shoots, being effective for the genetic conservation and production of plants of the species. Culture medium without the supplementation of activated charcoal provided the best results for the in vitro elongation, with greater length, vigor and less oxidation of shoots.

Keywords: antioxidant; orchid; propagation in vitro; rupestrian grasslands.

Referências

ABIRI, R.; ATABAKI, N.; ABDUL-HAMID, H.; SANUSI, R.; SHUKOR, N. A. N.; SHAHARUDDIN, N. A.; AHMAD, S. A.; MALIK, R. The prospect of physiological events associated with the micropropagation of Eucalyptus sp. Forests, v. 11, n. 1, p. 1-29, 2020. https://doi.org/10.3390/f11111211

AGUILAR, L. P.; ESPINO, H. S.; MONTEIRO, L. L. V.; SEGOVIA, C. P.; BENÍTEZ, S. F. Propagación in vitro de guayaba (Psidium guajava L.) a partir de segmentos nodales. Revista Mexicana de Ciencias Agrícolas, v. 7, n. 2, p. 375-386, 2016.

ANUCHAI, V.; HSTEH, C. H. Effect of change in light quality on physiological transformation of in vitro Phalaenopsis ‘Fortune Saltzman’ seedlings during the growth period. The Horticultural Journal, v. 86, n. 3, p. 395-402, 2017. https://doi.org/10.2503/hortj.MI-151

ASSIS, F. A.; RODRIGUES, F. A.; PASQUAL, M.; ASSIS, G. A.; LUZ, J. M. Q.; JANONI, F.; COSTA, I. J. S.; COSTA, B. N. S.; SOARES, J. D. R. Antioxidants in the control of microorganism contamination and phenol oxidation in Eugenia pyriformis. Bioscience Journal, Uberlândia, v. 34, n. 1, p. 49-58, 2018. https://doi.org/10.14393/BJ-v34n1a2018-36311

BARROS, F.; VINHOS, F.; RODRIGUES, V. T.; BARBERENA, F. F. V. A.; FRAGA, C. N.; PESSOA, E. M.; FORSTER, W.; MENINI NETO, L.; FURTADO, S. G.; NARDY, C.; AZEVEDO, C. O.; GUIMARÃES, L. R. S. Orchidaceae na Lista de Espécies da Flora do Brasil. Jardim Botânico do Rio de Janeiro, 2015. Available from: http://www.floradobrasil.jbrj.gov.br

BERKA, M. G.; VENTURIERI, G. A.; TEIXEIRA, T. N. Development of Cattleya amethystoglossa × nobilior in simplified culture media. Acta Scientiarum. Agronomy, Maringá, v. 36, n. 4, p. 425-428, 2014. http://dx.doi.org/10.4025/actasciagron.v36i4.15492

CHASE, M. W.; CAMERON, K. M.; FREUDENSTEIN, J. V.; PRIDGEON, A. M.; SALAZAR, G.; VAN DEN BERG, C.; SCHUITEMAN, A. An update classification of Orchidaceae. Botanical Journal of the Linnean Society, v. 177, n. 2, p. 151˗174, 2015. http://dx.doi.org/10.1590/2175-7860201869115

CORBELLINI, J. R.; RIBAS, L. L. F.; MAIA, F. R.; CORREIA, D. O.; NOSEDA, M. D.; SUZUKI, R. M.; AMANO, E. Effect of microalgae Messastrum gracile and Chlorella vulgaris on the in vitro propagation of orchid Cattleya labiate. Journal of Applied Phycology, v. 32, n. 1, p. 4013-4027, 2020. http://dx.doi.org/10.1007/s10811-020-02251-9

FERREIRA, E. B.; CAVALCANTI, P. P.; NOGUEIRA, D. A. ExpDes: Experimental Designs Package. R packageversion 1.1.2, 2013.

GOMES, L. R. P.; FRANCESCHI, C. R. B.; RIBAS, L. L. F. Micropropagation of Brasilidium forbesii (Orchidaceae) through transverse and longitudinal thin cell layer culture. Acta Scientiarum. Biological Science, Maringá, v. 37, n. 2, p. 143-149, 2015. https://doi.org/10.4025/ACTASCIBIOLSCI.V37I2.27276

GRANJA, M. M. C.; MOTOIKE, S. Y.; ANDRADE, A. P. S.; CORREA, T. C.; PICOLI, E. A. T.; KUKIB, K. N. Explant origin and culture media factors drive the somatic embryogenesis response in Acrocomia aculeata (Jacq.) Lodd. ex Mart., an emerging oil crop in the tropics. Industrial Crops and Products, v. 117, p. 1-12, 2018. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2018.02.074

HUNHOFF, V. L.; LAGE, L. A.; PALÚ, E. G.; KRAUSE, W.; SILVA, C. A. Nutritional requirements for germination and in vitro development of three Orchidaceceae species in the southern Brazilian Amazon. Ornamental Horticulture, v. 24, n. 2, p. 87-94, 2018. http://dx.doi.org/10.14295/oh.v24i2.1130

IRSHAD, M.; HE, B.; LIU, S.; MITRA, S.; DEBNATH, B.; LI, M.; RIZWAN, H. M.; QIU, D. In vitro regeneration of Abelmoschus esculentus L. cv. Wufu: influence of anti-browning additives on phenolic secretion and callus formation frequency in explants. Horticulture Environment and Biotechnology, v. 58, p. 503-513, 2017. https://doi.org/10.1007/s13580-017-0301-3

LEONE, G. F.; ALMEIDA, C. V.; ABREU-TAZARI, M. F.; BATAGNIN-PIOTTO, K. D.; ARTIOLI, F. A, C.; ALMEIDA, M. Antibioticoterapia em microplantas de abacaxizeiro (Ananas comosus). Ciência Rural, v. 46, n. 1, p. 89-94, 2016. https://doi.org/10.1590/0103-8478cr20130958

KIM, D. H.; KANG, K. W.; ENKHTAIVAN, G.; JAN, U.; SIVANESAN, I. Impact of activated charcoal, culture medium strength and thidiazuron on non-symbiotic in vitro seed germination of Pecteilis radiate (Thunb.) Raf. South African Journal of Botany, v. 124, n. 1, p. 144-150, 2019. https://doi.org/10.1016/j.sajb.2019.04.015

MAMANI, I.; AVERANGA, K.; ESPINOZA, B.; TERRAZAS, E. Establecimiento del sistema de generación in vitro de callos de Lupinus mutabilis Sweet (Tarwi) a partir de hipocótilos. Revista de Ciencias Farmacéuticas y Bioquímicas, v. 2, n. 1, p. 25-36, 2014.

MÉNDEZ-ÁLVAREZ, D.; ABDELNOUR-ESQUIVEL, A. Establecimiento in vitro de Terminalia amazonia (Gmel.) Excell. Revista Florestal Mesoamericana Kurú, v. 11, n. 27, p. 07-21, 2014. https://doi.org/10.18845/rfmk.v11i27.1774

MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, v. 15, n. 3, p. 473-497, 1962. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x

PANKAJ, K.; PANDEY, S.; ROY, K. Ascorbic and citric acids in combination resolve the problems encountered in micro-propagation of litchi from shoot tips. Cell and Tissue Research, v. 14, n. 1, p. 41-59, 2014.

PARK, H. Y.; KANG, K. W.; KIM, D. H.; SIVANESAN, I. In vitro propagation of Cymbidium goeringii Reichenbach fil. through direct adventitious shoot regeneration. Physiology and Molecular Biology of Plants, v. 24, n. 1, p. 307-313, 2018. https://doi.org/10.1007/s12298-017-0503-2

RIGHETO, M. V. L.; ALMEIDA, L. V.; BRONDANI, G. E.; AMARAL, A. F. C.; ALMEIDA, M. Morfofisiologia de plântulas de Cattleya labiata Lindley e Cattleya eldorado Linden cultivadas in vitro sob influência de paclobutrazol. Revista Brasileira de Biociências, v. 10, n. 1, p. 20-25, 2012.

SARTOR, F. R.; ZANOTTI, R. F.; PÔSSA, K. F.; PILON, A. M.; FUKUSHIMA, C. H. Diferentes meios de cultura e antioxidantes no estabelecimento in vitro do jacarandá da Bahia. Bioscience Journal, v. 29, n. 2, p. 408-411, 2013.

SEON, K. M.; KIM, D. H.; KANG, K. W.; SIVANESAN, I. Highly competent in vitro propagation of Thrixspermum japonicum (Miq.) Rchb.f., a rare epiphytic orchid. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant, v. 54, n. 1, p. 302-308, 2018. https://doi.org/10.1007/s11627-018-9890-5

SOUZA, G. C.; CLEMENTE, P. L.; ISAAC, V. L. R.; FARIA, S. P.; CAMPOS, M. R. C. Contaminação microbiana na propagação in vitro de Cattleya walkeriana e Schomburgkia crispa. Revista Brasileira de Biociências, v. 5, n. 1, p. 405-407, 2007.

SOUZA, D. M. S. C.; XAVIER, A.; MIRANDA, N. A; GALLO, R.; OTONI, W. C. Light quality, 6-benzyladenine and number of subcultives for in vitro multiplication of hybrid clones of Corymbia. Scientia Forestalis, v. 48, n. 128, p. e3282, 2020. https://doi.org/10.18671/scifor.v48n128.03

TISARUM, R.; SAMPHUMPHUNG, T.; THEERAWITAYA, C.; PTOMMEE, W.; CHA, S. In vitro photoautotrophic acclimatization direct transplantation and ex vitro adaptation of rubber tree (Hevea brasiliensis). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v. 133, n. 2, p. 215-230, 2018. https://doi.org/10.1007/s11240-017-1374-5

VAN DEN BERG, C. Reaching a compromise between conflicting nuclear and plastid phylogenetic trees: a new classification for the genus Cattleya (Epidendreae; Epidendroideae; Orchidaceae). Phytotaxa, v. 186, n. 2, p. 75˗86, 2014. http://dx.doi.org/10.11646/phytotaxa.186.2.2

VILLA, F.; PASQUAL, M. E SILVA, E. F. Micropropagação de híbridos de orquídeas em meio knudson com adição de vitaminas do meio MS, benzilaminopurina e carvão ativado. Semina: Ciências Agrárias, v. 35, n. 2, p. 683-694, 2014. https://doi.org/10.5433/1679-0359.2014v35n2p683

WILLADINO, L.; SOUTO, N. F. C.; ULISSES, C.; PORTO, A. L. F.; CAMARA, T.; SILVA, M. M. A. Embryos and lateral buds culture of Tapeinochilos Ananassae (Hassk). K. Schum. International Journal of Sciences, v. 2, p. 19-25, 2013.

Publicado

2021-09-24 — Atualizado em 2023-10-05

Versões

Como Citar

Santana Costa Souza, D. M., Fernandes, S. B. ., Molinari, L. V., Avelar, M. L. M. ., & Brondani, G. E. . (2023). ACTIVATED CHARCOAL APPLICATION FOR THE MICROPROPAGATION OF Cattleya crispata (Thunb.) Van den Berg. Nativa, 9(4), 352–358. https://doi.org/10.31413/nativa.v9i4.12164 (Original work published 24º de setembro de 2021)

Edição

Seção

Engenharia Florestal / Forest Engineering

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